实验三 大、小鼠的基本操作技术
[实验目的]： 通过大鼠、小鼠的抓取固定、性别辨认、灌胃、注射、采血、麻醉、标记、安乐死、动物剖检、脏器摘除与检查等实际操作，掌握大、小鼠动物实验的基本操作技术。
[实验动物]：大鼠、小鼠
[材料与器材]：大、小鼠饲养盒（带面罩）、大鼠和小鼠手术固定台，常规手术器械、大鼠灌胃针、小鼠灌胃针、lml 注射器、5ml 注射器、l0ml 注射器、烧杯、75％酒精及酒精棉，干棉球。生理盐水、20％乌拉坦溶液（或3％戊巴比妥钠）、乙醚、新洁尔灭、3—5％苦味酸溶液、0.5％中性红或品红溶液、
[实验内容]：
一 、 实验动物标记编号的方法一染色法
（一）被毛染色法
1、单色涂染法；（3—5％苦味酸溶液，可染成黄色）。
2、双色涂染法：苦味酸（黄色）—为个位数；品红（红色）—为十位数．
（二）耳缘打孔法：适于做长期实验用。、
（三）刺数钳烙印法：适用于长期或慢性实验的大动物编号。
（四）号牌法：用于大动物实验。
二、实验动物被毛的去除方法
（一）剪毛法；（二）拔毛法；（三）剃毛法；（四）脱毛法；
三、大鼠、小鼠性别的鉴定
方法步骤：
1、将动物抓取后，腹部朝上，观察肛门与生殖器之间的距离，距离近的为雌性，距离远的为雄性，
2、成年雌性大小鼠有12个乳头。
3、天热时或性成熟后，雄性动物的睾丸一般会从腹腔降至阴囊内，此时易于区别。
四、大鼠、小鼠的抓取和固定
（一）小鼠的抓取固定：
[实验器材]：小鼠饲养盒(带面罩)1套，小鼠防护手套若干。
[方法步骤]：
1、用右手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部将小鼠提起，放在饲养盒面罩上。
2、用左手拇指和食指迅速、准确地捏住小鼠的两耳后、颈背部的皮肤，将小鼠提起。
3、翻转左手掌，以左手掌心和中指夹小鼠背部的皮肤，使小鼠整个呈一条直线。
4、用左手无名指压住小鼠背部的皮肤，小指压住小鼠的尾巴根部。
5、松开捏住小鼠尾巴的右手拇指和食指。
[注意事项]：
1、在抓取动物时，禁止对动物采取突然、粗暴的方法。
2、抓取时注意，过分用力，会使动物窒息或颈椎脱臼，用力过小，动物头部能反转过来咬伤实验者的手，必须熟练掌握。
（二）大鼠的抓取固定：
大鼠抓取固定的方法有徒手固定、固定板固定、固定器固定、卵圆钳固定和使用立体定位仪进行头部固定等方法。徒手固定法常用于体重小的大鼠灌胃、腹腔注射、肌肉注射和皮下注射等操作。需尾静脉取血时，将大鼠固定在特定的固定器中固定。在进行外科手术或解剖时，须用固定板固定。徒手固定的方法如下：
[实验器材]：大鼠饲养盒和面罩1套，大鼠防护手套（帆布或硬皮质手套）。
[方法步骤]：
(1) 首先戴好防护手套。
(2) 用右手拇指和食指抓住大鼠尾巴中部将大鼠提起，放在大鼠饲养盒的
面罩上，轻轻向后拉尾。
(3) 左手迅速顺势按、卡在大鼠躯干背部，稍加压力向头颈部滑行。
(4) 以左手拇指和食指捏住大鼠两耳后部的头颈部皮肤，其余3指和手掌
握住大鼠背部皮肤，置于掌心，完成抓取固定。
(5) 较大体形的大鼠用单手不容易固定，可用右手固定其后肢和尾部，请
助手协助进行实验操作。
{注意事项}：
(1)大鼠牙齿尖锐，性情较烈，在抓取时一定要特别注意，初学者应戴上防护手套以防咬伤。
(2)抓取时，注意不能捉提大鼠尾尖，因为尾尖易于拉脱，也不能让大鼠悬在空中时间过长，否则会激怒大鼠翻转咬人。
五、大、小鼠的给药方法：
(一) 小鼠经口灌胃给药
原理：将药液直接注入小鼠的胃内。
器材：小鼠灌胃针1支、注射器1支、小鼠饲养盒(带面罩)1套、生理盐水、 烧杯。
方法步骤：
1、将灌胃针连接在注射器上，吸入一定量的药液。
2、操作前，大致测量从口腔到胃的距离，估计出灌胃针头插入的深度。
3、左手固定小鼠，使小鼠头部向上。
3、右手将灌胃针从小鼠口角处进针放进小鼠口咽部，顺咽后壁轻轻往下推，灌胃针会顺着食管滑入小鼠的胃内，灌胃针插入约2—3cm 。
4、用右手食指将针栓慢慢往下压，将注射器中的药液灌入小鼠的胃中。
注意事项；
1、操作宜轻柔，防止损伤食管。
2、在灌胃过程中，避免误插入气管。如注入不畅，动物强烈挣扎，表示针头未插入胃内，必须拔出后重新进行。
3、给药容量：约0.5ml ／20g 体重。
4、进针方向要正确。
(二) 大鼠灌胃给药
[原理]：将药液直接注入大鼠的胃内。
[器材]：大鼠灌胃针1支、注射器1支、大鼠饲养盒+面罩l 套、生理盐水、
烧杯。
[方法步骤]：
1、 将灌胃针连接在注射器上，吸入一定量的药液。
2、左手捉持固定大鼠，右手将灌胃针头尖端放进大鼠口咽部，顺咽后壁轻
轻往下推，灌胃针会顺着食管滑入大鼠的胃内，灌胃针插入约5cm 。
3、用右手食指将针栓慢慢往下压，将注射器中的药液灌入大鼠的胃中。
[注意事项]
1、剂量：O.Ol —O.02ml/g体重。
2、其他注意事项同小鼠灌胃给药法。
（二）大、小鼠注射给药
1、皮下注射给药：
[原理]：将药液注入皮下结缔组织，经毛细血管、淋巴管吸收进入血液循环。
[器材]：1m1注射器1支、生理盐水、烧杯、酒精、碘酒、棉球。
[方法步骤]：
(1) 注射部位：选大鼠、小鼠颈背部的皮下。
(2) 常规消毒注射部位的皮肤，用注射针头取一锐角角度刺入皮下。
(3) 针头刺入皮下前后向前2-3mm ，再轻轻抽吸，如无回血，可缓慢地将
药物注入皮下。
[注意事项]
(1) 注射量：O ．Olml--O ．03ml ／g 体重。
(2)针头刺入皮下后切勿左右晃动。
2、肌肉注射给药
[原理]：将药液注入动物的肌肉组织，经毛细血管吸收进入血液循环。
[器材]：lml 注射器1支、生理盐水、烧杯、酒精、碘酒、棉球。
[方法步骤]：
(1) 注射部位，一般选择肌肉丰满而无大血管、神经通过的臀部，大腿
内或外侧。
(2) 操作时1人先将动物抓取保定好。
(3) 另1人常规消毒注射部位后，用左手抓住动物的1条后肢，右手持
注射器，
(4) 将注射器针头在动物后肢大腿外侧肌肉丰富处呈60度角迅速刺入
后注入药液。
[注意事项]
（1）注意避免伤及坐骨神经，否则会导致后肢瘫痪。
（2）注射量：约为O.Olml/g体重。
3、腹腔注射给药
[原理]：将药液注入动物的腹腔。
[器材]：注射器1支、生理盐水、烧杯、酒精、碘酒、棉球。
[注射部位]：在下腹部靠近腹白线的两侧进行。
[方法步骤]：
(1) 用左手将动物捉持固定，使动物腹部朝上，头部略低于尾部。
(2) 右手持注射器将针头在下腹部靠近腹白线的两侧进行穿刺。
(3) 针头刺入皮下后进针3mm 左右，接着使注射针头与皮肤呈45度角刺
入腹肌，穿过腹肌进入腹膜腔，当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后抵抗感消失。
(4) 固定针头，保持针尖不动，回抽针栓，如无回血、肠液和尿液后即可
注射药液。
注意事项
注射量：大、小鼠O.Olml-O.02ml/g体重；豚鼠注射量不超过4 ml
4、静脉注射给药
[原理]：将药液注入大、小鼠的尾静脉。
[器材]：lml 注射器1支、生理盐水、烧杯、大小鼠饲养盒(带面罩) 或
大小鼠固定器、 酒精、碘酒、棉球。
[注射部位]：尾巴中部静脉，。
[方法步骤]：
(1) 将大小鼠放在金属笼或鼠夹中，通过饲养盒或大小鼠固定器的孔
拉出鼠尾巴。
(2) 用左手捏住鼠尾巴中部，用75％酒精棉球反复擦拭尾部。
(3) 注射时，以左手拇指和中指捏住鼠尾两侧，用食指从下面托起尾
巴，以无名指夹住尾巴的末梢。
(4) 右手持4号针头的注射器，使针头正对静脉进针，小于30度角。
(5) 从大小鼠尾巴下1/4-1/3处进针，仔细观察，如果无阻力，无白
色皮丘出现，说明已刺入血管，即可注入药物。
(6) 拔出针头后，用干棉球压住注射部位约lmin ，防止出血。
[注意事项]
(1) 注射量：大、小鼠为0.005m1—0.01m1/g体重。
(2) 30度角进针破皮后，即转为0度角没血管向前推行。
六、大鼠的麻醉
（一）腹腔注射麻醉：
原理：是使用非挥发性麻醉药采用腹腔注射方法对动物进行全麻术。
器材：20%乌拉坦为0.375 ml／100g 体重（0.00075mg ／g 体重）； 。 方法步骤：
(1) 用左手将大鼠捉持保定，使鼠腹部朝上，鼠头略低于尾部。
(2) 右手持注射器将针头在下腹部靠近腹白线的两侧进行穿刺。
(3) 针头刺入皮下后进针3mm 左右，接着使注射针头与皮肤呈45度角刺入
腹肌，穿过腹肌进入腹膜腔，当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后抵抗感消失。
(4) 固定针头，保持针尖不动，回抽针栓，如无回血、肠液和尿液后即可注
射药液。
注意事项
(1) 注射后，需等10分钟才能麻醉，若30分钟还未麻醉，可加20％的量。
(2) 麻醉后需要注意保温。
（二）静脉注射麻醉：尾巴静脉。
原理：使用非挥发性麻醉药采用静脉注射方法对动物进行全麻术。
器材：20%乌拉坦为0.375 ml／100g 体重（0.00075mg ／g 体重）；
方法步骤：
(1) 将大鼠放在固定器中，通过固定器的孔拉出大鼠尾巴。
(2) 用左手捏住大鼠尾巴中部，用75％酒精棉球反复擦拭尾部。
(3) 注射时，以左手拇指和中指捏住鼠尾两侧，用食指从下面托起尾巴。
(4) 右手持4号头皮针针头，使针头与静脉平行(小于30度角) 。
(5) 从大鼠尾巴下l ／4或l ／3处进针，仔细观察，如果无阻力，无白色皮
丘出现，说明已刺入血管，即可注入药物。
(6) 缓慢推注麻醉药，麻醉药用量0．1ml ／100g 体重。
注意事项
(1) 缓慢推注麻醉药，同时注意大鼠的麻醉深度。
(2) 注意动物的保温。
七、大、小鼠的采血方法
（一）小鼠的采血——摘除眼球采血法：
原理：将小鼠的眼球摘除后取血液的方法。
器材：眼科弯镊、试管。
方法步骤：
(1) 左手抓住小鼠颈部皮肤，轻压在实验台上，取侧卧位，
(2) 左手食指尽量将小鼠眼周皮肤往颈后压，使眼球突出。
(3) 用眼科弯镊夹去眼球，将鼠倒立，用试管接住流出的血液。
(4) 采血完毕立即用纱布压迫止血。
注意事项：
采血量：每次0．6-1．Oml ／次。
（二）大鼠的采血——眼眶后静脉丛(窦) 取血：
器材：毛细管(玻璃或塑料均可) 、1％肝素溶液、干燥皿、乙醚、试管、
干棉球。
方法步骤：
(1) 先将毛细管浸泡在1％肝素溶液中数分钟，然后取出干燥备用。
(2) 将大鼠进行麻醉，使大鼠保持侧卧位。
(3) 左手拇指、食指抓住两鼠耳之间的颈部头皮，并轻轻向下压迫颈部两侧，
致大鼠静脉血回流障碍，眼球外突，眶后静脉丛充血。
(4) 右手持毛细管由大鼠的外毗部插入结膜，使毛细管与眶壁平行地向喉头
方向推进，深度约3mm 。
(5) 轻轻旋动毛细管，使其穿破静脉丛，让血流顺毛细管流出。 注意事项
采血量：0．4—0．6ml ／次。
（三）大鼠、小鼠尾静脉切割采血法
（四）大鼠、小鼠断头采血法
八、大鼠、小鼠的处死方法
(一) 颈椎脱臼处死法
1、是将实验动物的颈椎脱臼，断离脊髓致死，为大、小鼠最常用的处死方
法。
2、用右手抓住鼠尾根部并将其提起，放在鼠笼盖或其他粗糙面上。
3、用左手拇指、食指用力向下按压鼠头及颈部
4、右手抓住鼠尾根部用力拉向后上方，造成颈椎脱臼，脊髓与脑干断离，
动物立即死亡。
(二) 断头处死法：
此法适用于鼠类等较小的实验动物。操作时，实验人员用左手按住实验动物的背部，拇指夹住实验动物右腋窝，食指和中指夹住左前肢，用断头器或利剪迅速剪断动物头部，使实验动物因脑脊髓断离且大量出血死亡。
(三) 放血处死法：
此法适用于各种实验动物。此法适用于各种实验动物。将实验动物的股动脉、颈动脉、腹主动脉剪断或剪破、刺穿实验动物的心脏放血，导致急性大出血、休克、死亡。
犬、猴等大动物应在轻度麻醉状态下，在股三角做横切口，将股动脉、股静脉全部暴露并切断，让血液流出。操作时用自来水不断冲洗切口及血液，既可保持血液畅流无阻，又可保持操作台清洁，使实验动物急性大出血死亡。
(四) 空气栓塞处死法：
向动物静脉注入一定量的空气，使之发生栓塞而死，处死兔、猫、犬常用此法。一般兔、猫的注入空气量为20—40ml ，犬为80，150ml 。
(五) 过量麻醉处死法：
此法多用于处死豚鼠和家兔。快速过量注射非挥发性麻醉药(投药量为深麻醉时的30倍) ，或让动物吸入过量的乙醚，使实验动物中枢神经过度抑制，导致死亡。
(六) 二氧化碳吸入法：
让实验动物吸入大量C0：等气体而中毒死亡。动物放入塑料袋内，将固体C02放入袋中或通入C0：气体，封口，稍等片刻，动物即死亡。
九、实验动物解剖及医学比较
方法步骤：
（一）实验动物解剖以及器官摘除
1、动物处死：采用颈椎脱臼法或者过量注射麻醉药的方法将实验动物处死。
2、打开腹腔，辨认脏器：用手术刀打开腹腔，首先认识各个脏器的结构和
位置（包括胰腺、脾脏、胃肠、肝脏、肾上腺、肾脏、膀胱、卵巢、子宫、睾丸等）。然后摘除各个脏器。摘除顺序如下：（1）胰腺；（2）脾脏；（2）胃肠；（4）肝脏；（5）泌尿系统；（6）生殖系统。
3、打开胸腔，辨认脏器：用手术刀进一步打开胸腔，认识各个脏器的结构和位置（包括胸腺、心脏、肺脏、气管、甲状腺等）。然后按顺序摘除各脏器。摘除顺序如下：（1）胸腺；（2）心脏；（3）肺脏。
4、打开颈部，摘除甲状腺：（1）用剪刀或手术刀在颈部皮肤正中线上切开，可见到皮肤下面的一对颌下腺及连在其上方的淋巴节，用镊子将其左右分开。
（2）颌下腺左右分开后暴露出肌层，将肌肉纵向分开，即可见到气管及附着在气管上的1对甲状腺。
（3）用镊子将甲状腺峡部左右分开，从气管上剥离甲状腺，摘除两侧的甲状腺。
（二）实验动物医学比较
比较大鼠和小鼠各个脏器的结构，位置有何异同点。
要求：认真写实验报告
实验三 大、小鼠的基本操作技术
[实验目的]： 通过大鼠、小鼠的抓取固定、性别辨认、灌胃、注射、采血、麻醉、标记、安乐死、动物剖检、脏器摘除与检查等实际操作，掌握大、小鼠动物实验的基本操作技术。
[实验动物]：大鼠、小鼠
[材料与器材]：大、小鼠饲养盒（带面罩）、大鼠和小鼠手术固定台，常规手术器械、大鼠灌胃针、小鼠灌胃针、lml 注射器、5ml 注射器、l0ml 注射器、烧杯、75％酒精及酒精棉，干棉球。生理盐水、20％乌拉坦溶液（或3％戊巴比妥钠）、乙醚、新洁尔灭、3—5％苦味酸溶液、0.5％中性红或品红溶液、
[实验内容]：
一 、 实验动物标记编号的方法一染色法
（一）被毛染色法
1、单色涂染法；（3—5％苦味酸溶液，可染成黄色）。
2、双色涂染法：苦味酸（黄色）—为个位数；品红（红色）—为十位数．
（二）耳缘打孔法：适于做长期实验用。、
（三）刺数钳烙印法：适用于长期或慢性实验的大动物编号。
（四）号牌法：用于大动物实验。
二、实验动物被毛的去除方法
（一）剪毛法；（二）拔毛法；（三）剃毛法；（四）脱毛法；
三、大鼠、小鼠性别的鉴定
方法步骤：
1、将动物抓取后，腹部朝上，观察肛门与生殖器之间的距离，距离近的为雌性，距离远的为雄性，
2、成年雌性大小鼠有12个乳头。
3、天热时或性成熟后，雄性动物的睾丸一般会从腹腔降至阴囊内，此时易于区别。
四、大鼠、小鼠的抓取和固定
（一）小鼠的抓取固定：
[实验器材]：小鼠饲养盒(带面罩)1套，小鼠防护手套若干。
[方法步骤]：
1、用右手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部将小鼠提起，放在饲养盒面罩上。
2、用左手拇指和食指迅速、准确地捏住小鼠的两耳后、颈背部的皮肤，将小鼠提起。
3、翻转左手掌，以左手掌心和中指夹小鼠背部的皮肤，使小鼠整个呈一条直线。
4、用左手无名指压住小鼠背部的皮肤，小指压住小鼠的尾巴根部。
5、松开捏住小鼠尾巴的右手拇指和食指。
[注意事项]：
1、在抓取动物时，禁止对动物采取突然、粗暴的方法。
2、抓取时注意，过分用力，会使动物窒息或颈椎脱臼，用力过小，动物头部能反转过来咬伤实验者的手，必须熟练掌握。
（二）大鼠的抓取固定：
大鼠抓取固定的方法有徒手固定、固定板固定、固定器固定、卵圆钳固定和使用立体定位仪进行头部固定等方法。徒手固定法常用于体重小的大鼠灌胃、腹腔注射、肌肉注射和皮下注射等操作。需尾静脉取血时，将大鼠固定在特定的固定器中固定。在进行外科手术或解剖时，须用固定板固定。徒手固定的方法如下：
[实验器材]：大鼠饲养盒和面罩1套，大鼠防护手套（帆布或硬皮质手套）。
[方法步骤]：
(1) 首先戴好防护手套。
(2) 用右手拇指和食指抓住大鼠尾巴中部将大鼠提起，放在大鼠饲养盒的
面罩上，轻轻向后拉尾。
(3) 左手迅速顺势按、卡在大鼠躯干背部，稍加压力向头颈部滑行。
(4) 以左手拇指和食指捏住大鼠两耳后部的头颈部皮肤，其余3指和手掌
握住大鼠背部皮肤，置于掌心，完成抓取固定。
(5) 较大体形的大鼠用单手不容易固定，可用右手固定其后肢和尾部，请
助手协助进行实验操作。
{注意事项}：
(1)大鼠牙齿尖锐，性情较烈，在抓取时一定要特别注意，初学者应戴上防护手套以防咬伤。
(2)抓取时，注意不能捉提大鼠尾尖，因为尾尖易于拉脱，也不能让大鼠悬在空中时间过长，否则会激怒大鼠翻转咬人。
五、大、小鼠的给药方法：
(一) 小鼠经口灌胃给药
原理：将药液直接注入小鼠的胃内。
器材：小鼠灌胃针1支、注射器1支、小鼠饲养盒(带面罩)1套、生理盐水、 烧杯。
方法步骤：
1、将灌胃针连接在注射器上，吸入一定量的药液。
2、操作前，大致测量从口腔到胃的距离，估计出灌胃针头插入的深度。
3、左手固定小鼠，使小鼠头部向上。
3、右手将灌胃针从小鼠口角处进针放进小鼠口咽部，顺咽后壁轻轻往下推，灌胃针会顺着食管滑入小鼠的胃内，灌胃针插入约2—3cm 。
4、用右手食指将针栓慢慢往下压，将注射器中的药液灌入小鼠的胃中。
注意事项；
1、操作宜轻柔，防止损伤食管。
2、在灌胃过程中，避免误插入气管。如注入不畅，动物强烈挣扎，表示针头未插入胃内，必须拔出后重新进行。
3、给药容量：约0.5ml ／20g 体重。
4、进针方向要正确。
(二) 大鼠灌胃给药
[原理]：将药液直接注入大鼠的胃内。
[器材]：大鼠灌胃针1支、注射器1支、大鼠饲养盒+面罩l 套、生理盐水、
烧杯。
[方法步骤]：
1、 将灌胃针连接在注射器上，吸入一定量的药液。
2、左手捉持固定大鼠，右手将灌胃针头尖端放进大鼠口咽部，顺咽后壁轻
轻往下推，灌胃针会顺着食管滑入大鼠的胃内，灌胃针插入约5cm 。
3、用右手食指将针栓慢慢往下压，将注射器中的药液灌入大鼠的胃中。
[注意事项]
1、剂量：O.Ol —O.02ml/g体重。
2、其他注意事项同小鼠灌胃给药法。
（二）大、小鼠注射给药
1、皮下注射给药：
[原理]：将药液注入皮下结缔组织，经毛细血管、淋巴管吸收进入血液循环。
[器材]：1m1注射器1支、生理盐水、烧杯、酒精、碘酒、棉球。
[方法步骤]：
(1) 注射部位：选大鼠、小鼠颈背部的皮下。
(2) 常规消毒注射部位的皮肤，用注射针头取一锐角角度刺入皮下。
(3) 针头刺入皮下前后向前2-3mm ，再轻轻抽吸，如无回血，可缓慢地将
药物注入皮下。
[注意事项]
(1) 注射量：O ．Olml--O ．03ml ／g 体重。
(2)针头刺入皮下后切勿左右晃动。
2、肌肉注射给药
[原理]：将药液注入动物的肌肉组织，经毛细血管吸收进入血液循环。
[器材]：lml 注射器1支、生理盐水、烧杯、酒精、碘酒、棉球。
[方法步骤]：
(1) 注射部位，一般选择肌肉丰满而无大血管、神经通过的臀部，大腿
内或外侧。
(2) 操作时1人先将动物抓取保定好。
(3) 另1人常规消毒注射部位后，用左手抓住动物的1条后肢，右手持
注射器，
(4) 将注射器针头在动物后肢大腿外侧肌肉丰富处呈60度角迅速刺入
后注入药液。
[注意事项]
（1）注意避免伤及坐骨神经，否则会导致后肢瘫痪。
（2）注射量：约为O.Olml/g体重。
3、腹腔注射给药
[原理]：将药液注入动物的腹腔。
[器材]：注射器1支、生理盐水、烧杯、酒精、碘酒、棉球。
[注射部位]：在下腹部靠近腹白线的两侧进行。
[方法步骤]：
(1) 用左手将动物捉持固定，使动物腹部朝上，头部略低于尾部。
(2) 右手持注射器将针头在下腹部靠近腹白线的两侧进行穿刺。
(3) 针头刺入皮下后进针3mm 左右，接着使注射针头与皮肤呈45度角刺
入腹肌，穿过腹肌进入腹膜腔，当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后抵抗感消失。
(4) 固定针头，保持针尖不动，回抽针栓，如无回血、肠液和尿液后即可
注射药液。
注意事项
注射量：大、小鼠O.Olml-O.02ml/g体重；豚鼠注射量不超过4 ml
4、静脉注射给药
[原理]：将药液注入大、小鼠的尾静脉。
[器材]：lml 注射器1支、生理盐水、烧杯、大小鼠饲养盒(带面罩) 或
大小鼠固定器、 酒精、碘酒、棉球。
[注射部位]：尾巴中部静脉，。
[方法步骤]：
(1) 将大小鼠放在金属笼或鼠夹中，通过饲养盒或大小鼠固定器的孔
拉出鼠尾巴。
(2) 用左手捏住鼠尾巴中部，用75％酒精棉球反复擦拭尾部。
(3) 注射时，以左手拇指和中指捏住鼠尾两侧，用食指从下面托起尾
巴，以无名指夹住尾巴的末梢。
(4) 右手持4号针头的注射器，使针头正对静脉进针，小于30度角。
(5) 从大小鼠尾巴下1/4-1/3处进针，仔细观察，如果无阻力，无白
色皮丘出现，说明已刺入血管，即可注入药物。
(6) 拔出针头后，用干棉球压住注射部位约lmin ，防止出血。
[注意事项]
(1) 注射量：大、小鼠为0.005m1—0.01m1/g体重。
(2) 30度角进针破皮后，即转为0度角没血管向前推行。
六、大鼠的麻醉
（一）腹腔注射麻醉：
原理：是使用非挥发性麻醉药采用腹腔注射方法对动物进行全麻术。
器材：20%乌拉坦为0.375 ml／100g 体重（0.00075mg ／g 体重）； 。 方法步骤：
(1) 用左手将大鼠捉持保定，使鼠腹部朝上，鼠头略低于尾部。
(2) 右手持注射器将针头在下腹部靠近腹白线的两侧进行穿刺。
(3) 针头刺入皮下后进针3mm 左右，接着使注射针头与皮肤呈45度角刺入
腹肌，穿过腹肌进入腹膜腔，当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后抵抗感消失。
(4) 固定针头，保持针尖不动，回抽针栓，如无回血、肠液和尿液后即可注
射药液。
注意事项
(1) 注射后，需等10分钟才能麻醉，若30分钟还未麻醉，可加20％的量。
(2) 麻醉后需要注意保温。
（二）静脉注射麻醉：尾巴静脉。
原理：使用非挥发性麻醉药采用静脉注射方法对动物进行全麻术。
器材：20%乌拉坦为0.375 ml／100g 体重（0.00075mg ／g 体重）；
方法步骤：
(1) 将大鼠放在固定器中，通过固定器的孔拉出大鼠尾巴。
(2) 用左手捏住大鼠尾巴中部，用75％酒精棉球反复擦拭尾部。
(3) 注射时，以左手拇指和中指捏住鼠尾两侧，用食指从下面托起尾巴。
(4) 右手持4号头皮针针头，使针头与静脉平行(小于30度角) 。
(5) 从大鼠尾巴下l ／4或l ／3处进针，仔细观察，如果无阻力，无白色皮
丘出现，说明已刺入血管，即可注入药物。
(6) 缓慢推注麻醉药，麻醉药用量0．1ml ／100g 体重。
注意事项
(1) 缓慢推注麻醉药，同时注意大鼠的麻醉深度。
(2) 注意动物的保温。
七、大、小鼠的采血方法
（一）小鼠的采血——摘除眼球采血法：
原理：将小鼠的眼球摘除后取血液的方法。
器材：眼科弯镊、试管。
方法步骤：
(1) 左手抓住小鼠颈部皮肤，轻压在实验台上，取侧卧位，
(2) 左手食指尽量将小鼠眼周皮肤往颈后压，使眼球突出。
(3) 用眼科弯镊夹去眼球，将鼠倒立，用试管接住流出的血液。
(4) 采血完毕立即用纱布压迫止血。
注意事项：
采血量：每次0．6-1．Oml ／次。
（二）大鼠的采血——眼眶后静脉丛(窦) 取血：
器材：毛细管(玻璃或塑料均可) 、1％肝素溶液、干燥皿、乙醚、试管、
干棉球。
方法步骤：
(1) 先将毛细管浸泡在1％肝素溶液中数分钟，然后取出干燥备用。
(2) 将大鼠进行麻醉，使大鼠保持侧卧位。
(3) 左手拇指、食指抓住两鼠耳之间的颈部头皮，并轻轻向下压迫颈部两侧，
致大鼠静脉血回流障碍，眼球外突，眶后静脉丛充血。
(4) 右手持毛细管由大鼠的外毗部插入结膜，使毛细管与眶壁平行地向喉头
方向推进，深度约3mm 。
(5) 轻轻旋动毛细管，使其穿破静脉丛，让血流顺毛细管流出。 注意事项
采血量：0．4—0．6ml ／次。
（三）大鼠、小鼠尾静脉切割采血法
（四）大鼠、小鼠断头采血法
八、大鼠、小鼠的处死方法
(一) 颈椎脱臼处死法
1、是将实验动物的颈椎脱臼，断离脊髓致死，为大、小鼠最常用的处死方
法。
2、用右手抓住鼠尾根部并将其提起，放在鼠笼盖或其他粗糙面上。
3、用左手拇指、食指用力向下按压鼠头及颈部
4、右手抓住鼠尾根部用力拉向后上方，造成颈椎脱臼，脊髓与脑干断离，
动物立即死亡。
(二) 断头处死法：
此法适用于鼠类等较小的实验动物。操作时，实验人员用左手按住实验动物的背部，拇指夹住实验动物右腋窝，食指和中指夹住左前肢，用断头器或利剪迅速剪断动物头部，使实验动物因脑脊髓断离且大量出血死亡。
(三) 放血处死法：
此法适用于各种实验动物。此法适用于各种实验动物。将实验动物的股动脉、颈动脉、腹主动脉剪断或剪破、刺穿实验动物的心脏放血，导致急性大出血、休克、死亡。
犬、猴等大动物应在轻度麻醉状态下，在股三角做横切口，将股动脉、股静脉全部暴露并切断，让血液流出。操作时用自来水不断冲洗切口及血液，既可保持血液畅流无阻，又可保持操作台清洁，使实验动物急性大出血死亡。
(四) 空气栓塞处死法：
向动物静脉注入一定量的空气，使之发生栓塞而死，处死兔、猫、犬常用此法。一般兔、猫的注入空气量为20—40ml ，犬为80，150ml 。
(五) 过量麻醉处死法：
此法多用于处死豚鼠和家兔。快速过量注射非挥发性麻醉药(投药量为深麻醉时的30倍) ，或让动物吸入过量的乙醚，使实验动物中枢神经过度抑制，导致死亡。
(六) 二氧化碳吸入法：
让实验动物吸入大量C0：等气体而中毒死亡。动物放入塑料袋内，将固体C02放入袋中或通入C0：气体，封口，稍等片刻，动物即死亡。
九、实验动物解剖及医学比较
方法步骤：
（一）实验动物解剖以及器官摘除
1、动物处死：采用颈椎脱臼法或者过量注射麻醉药的方法将实验动物处死。
2、打开腹腔，辨认脏器：用手术刀打开腹腔，首先认识各个脏器的结构和
位置（包括胰腺、脾脏、胃肠、肝脏、肾上腺、肾脏、膀胱、卵巢、子宫、睾丸等）。然后摘除各个脏器。摘除顺序如下：（1）胰腺；（2）脾脏；（2）胃肠；（4）肝脏；（5）泌尿系统；（6）生殖系统。
3、打开胸腔，辨认脏器：用手术刀进一步打开胸腔，认识各个脏器的结构和位置（包括胸腺、心脏、肺脏、气管、甲状腺等）。然后按顺序摘除各脏器。摘除顺序如下：（1）胸腺；（2）心脏；（3）肺脏。
4、打开颈部，摘除甲状腺：（1）用剪刀或手术刀在颈部皮肤正中线上切开，可见到皮肤下面的一对颌下腺及连在其上方的淋巴节，用镊子将其左右分开。
（2）颌下腺左右分开后暴露出肌层，将肌肉纵向分开，即可见到气管及附着在气管上的1对甲状腺。
（3）用镊子将甲状腺峡部左右分开，从气管上剥离甲状腺，摘除两侧的甲状腺。
（二）实验动物医学比较
比较大鼠和小鼠各个脏器的结构，位置有何异同点。
要求：认真写实验报告