细胞凋亡(Apoptosis) 是生物界广泛存在的一种现象,与其它的生命现象一样具有同等重要
的生理学或病理学意义。尽管其最终结果也是导致细胞死亡,但其诱导因素、发生机制和过
程及意义均明显不同于一般的病理性细胞死亡(即细胞坏死性死亡,简称细胞死亡) 。
细胞凋亡的形态特征与细胞坏死性死亡的形态特征不同。细胞坏死性死亡是被动的病理性死
亡,其形态特征首先是膜通透性增加,细胞外型发生不规则变化,内质网扩张,核染色质不规则
移位,进而线粒体及核肿张,溶酶体破坏,细胞膜破裂,胞浆外溢,这种死亡 过程常常引起炎症
反应。细胞凋亡则是在某些因素的诱导下,由细胞内在的有规律的机制引起的,是主动的生理
性细胞自杀。其特征是细胞首先变圆,随即与邻近细胞脱离,失去微绒毛,胞浆浓缩,内质网扩
张呈泡状并与细胞膜融合,线粒体无明显变化,核染色质浓缩成块并凝聚在核膜周边,胞膜内
陷将细胞自行分割为多个有外膜包裹、内涵物不外溢的凋亡小体,后被吞噬细胞或邻周细胞
所识别、吞噬。由于细胞凋亡过程不导致溶酶体破坏及胞膜破裂,没有细胞内容物外泄,故不
引起炎症反应,在生理条件下,生物体内细胞存活与死亡是由自身发育阶段提供的遗传信息,
或由邻近细胞和其微环境提供的信号决定的,其中包括细胞相互接触提供的信号以及周围环
境中活性物质、激素等。
这些刺激信号的增加或减少调节着细胞产生和凋亡,维系着机体细胞的有序状态
细胞凋亡的检测 细胞凋亡与坏死是两种完全不同的细胞凋亡形式，根据死亡细胞在形态学、
生物化学和分子生物学上的差别，可以将二者区别开来。细胞凋亡的检测方法有很多，下面
介绍几种常用的测定方法。 一、细胞凋亡的形态学检测 根据凋亡细胞固有的形态特征，人
细胞凋亡形态学检测方法。
细胞凋亡( apoptosis)的命名主要是根据某些单个细胞死亡时细胞碎裂如花瓣或树叶散落般
的形态学特征。
目前对细胞凋亡的认识不断得到深化，检测凋亡细胞的方法也逐渐增多，但形态改变仍是确
定细胞凋亡的最可靠的方法。
光学显微镜观察
凋亡细胞的主要特征为核染色质致密深染，形成致密质块，有时可碎裂。在HE染色的组织
切片中细胞积缩小.胞质致密、嗜酸性染色增强，并可形成凋亡小体。在组织中凋亡细胞以
分散单个形式存在，凋亡细胞与周围细胞分离，不引起炎症反应。
检测方法：细胞涂片或组织石蜡切片作HE染色或Giemsa染色，在高倍物镜下观察凋亡细
胞的形态改变，结合显微镜测量工具可作凋亡计数。
本方法简便易行，但在细胞密集的组织中对于改变不典型的细胞判断较困难，常缺乏较为特
征的指标，具有较强的主观性，重复性差。本方法.可用于凋亡现象的初步观察，作为分析
指标之一。
视频时差显微技术（video time-lapse microscopy）
本方法用于细胞培养，通过相差显微镜可动态观察细胞凋亡的变化过程，尤其是观察细胞表
和外形的变化。凋胞与基质分离，胞体变圆、收缩、出泡，有的细胞拉长，出现钉状突起，
持续数小时后细胞膜破裂，细胞溶解，通过连续观察，本方法可检测培养基中凋亡细胞，但
不能用于病理组织。
检测方法：收集2x105细胞/ml培养，置于多空培养板，加入凋亡诱导剂，在带有自动摄像
装置的相差显微镜下观察凋亡细胞的动态改变，每隔30秒作序列摄影，连续24小时。如同
时进行荧光染色，可参荧光显微镜下观察和摄影。
电子显微镜观察
凋亡细胞的典型形态改变如胞质的固缩，染色质浓缩成半月板或帽状附于核膜，核的碎裂和
凋亡小体形成等，在透射电镜下得到最佳体现。为凋亡细胞判定提供了最可靠的依据。本方
法的缺点是样品制作过程较复杂，且仪器、设备的费用昂贵，较难广泛大量开展。由于样品
范围局限，在凋亡数较少时需进行大量的观察才能观察到典型的凋亡改变。
检查方法：透射电镜标本经戊二醛和饿酸双重固定，丙酮脱水，环氧树脂包埋，超薄切片，
醋酸枸橼酸电子重染色，透射电镜观察。扫描电镜标本经戊二醛和饿酸双重固定，乙醇逐级
脱水，CO2临界点干燥，真空喷金，扫描电镜观察。 一、 检测细胞膜成分变化的Annexin V 联合PI法
磷脂酰丝氨酸外翻分析（Annexin V法）
原理： 磷脂酰丝氨酸（Phosphatidylserine, PS）正常位于细胞膜的内侧，但在细胞凋亡的
早期，PS可从细胞膜的内侧翻转到细胞膜的表面，暴露在细胞外环境中(图3)。Annexin-V
是一种分子量为35~36KD的Ca2+依赖性磷脂结合蛋白，能与PS高亲和力特异性结合。
将Annexin-V进行荧光素（FITC、PE）或biotin标记，以标记了的Annexin-V作为荧光探
针，利用流式细胞仪或荧光显微镜可检测细胞凋亡的发生。 碘化丙啶(propidine iodide, PI)
是一种核酸染料，它不能透过完整的细胞膜，但在凋亡中晚期的细胞和死细胞，PI能够透
过细胞膜而使细胞核红染。因此将Annexin-V与PI匹配使用，就可以将凋亡早晚期的细胞
以及死细胞区分开来。
方法 1 悬浮细胞的染色：将正常培养和诱导凋亡的悬浮细胞（0.5~1×106）用PBS洗
2次，加入100ul Binding Buffer和FITC标记的Annexin-V（20ug/ml）10ul，室温避光
30min，再加入PI（50ug/ml）5ul，避光反应5min后，加入400ul Binding Buffer，立即
用FACScan进行流式细胞术定量检测（一般不超过1h），同时以不加AnnexinV-FITC
及PI的一管作为阴性对照。
2 贴壁培养的细胞染色：先用0.25%的胰酶消化，洗涤、染色和分析同悬浮细胞。
3 爬片细胞染色：同上，最后用荧光显微镜和共聚焦激光扫描显微镜进行观察。
应用价值：细胞发生凋亡时，膜上的PS外露早于DNA断裂发生，因此Annexin V联
合PI染色法检测早期细胞凋亡较TUNEL法更为灵敏。又Annexin V联合PI染色不需
固定细胞，可避免PI染色因固定造成的细胞碎片过多及TUNEL法因固定出现的DNA
片段丢失。因此，Annexin V联合PI法更加省时，结果更为可靠，是目前最为理想的
检测细胞凋亡的方法。
结果：
细胞内氧化还原状态改变的检测：
细胞色素C的定位检测
细胞色素C作为一种信号物质，在细胞凋亡中发挥着重要的作用。正常情况下，它存在于线粒体内膜
和外膜之间的腔中，凋亡信号刺激使其从线粒体释放至细胞液，结合Apaf-1 （apoptotic protease
activating factor-1）后启动caspase级联反应：细胞色素C/Apaf-1复合物激活caspase-9，后者再激
活caspase-3和其它下游caspase。 细胞色素C氧化酶亚单位Ⅳ（cytochrome c oxidase subunit Ⅳ：
COX4）是定位在线粒体内膜上的膜蛋白，凋亡发生时，它保留在线粒体内，因而它是线粒体富集部
分的一个非常有用的标志。
方法： ApoAlertTMCell Fractionation Kit不用超离心，可从凋亡和非凋亡细胞中快速有效分离出高度
富集的线粒体部分，再进一步通过Western杂交用细胞色素C抗体和COX4抗体标示细胞色素C和
COX4的存在位置，从而判断凋亡的发生。 三、线粒体膜势能的检测
原理：线粒体在细胞凋亡的过程中起着枢纽作用，多种细胞凋亡刺激因子均可诱导不同的细
胞发生凋亡，而线粒体跨膜电位DYmt的下降，被认为是细胞凋亡级联反应过程中最早发生
的事件，它发生在细胞核凋亡特征（染色质浓缩、DNA断裂）出现之前，一旦线粒体DYmt
崩溃，则细胞凋亡不可逆转。 线粒体跨膜电位的存在，使一些亲脂性阳离子荧光染料如
Rhodamine 123、3，3-Dihexyloxacarbocyanine iodide[DiOC6（3）]、
Tetrechloro-tetraethylbenzimidazol carbocyanine iodide[JC-1]、Tetramethyl rhodamine
methyl ester(TMRM)等可结合到线粒体基质，其荧光的增强或减弱说明线粒体内膜电负性
的增高或降低。
方法：将正常培养的细胞和诱导凋亡的细胞加入使用终浓度为Rhodamine 123（1mM）或
终浓度为DiOC6（25nM），JC-1（1mM），TMRM（100nM），37°C平衡30min，流式细
胞计检测细胞的荧光强度。
结果判定：经LPS刺激后的细胞，绿色荧光强度增加，意味着膜电位下降，细胞发生凋亡。
意义：该法通过对细胞生理指标的监测检测来反映细胞凋亡，结果直观、灵敏
四、DNA片断化检测
、DNA凝胶电泳
（一）、检测原理
细胞凋亡过程中,可发生特异性级联生化反应,其中最具特色的是内源性核酸内切酶的激活.
此酶可作用于连接DNA的核小体间区域, DNA链被切割成180~200bp或其整倍数的片断.
抽提DNA, 经琼脂糖电泳可见梯状电泳图谱。而坏死细胞的DNA断裂点为无特征的杂乱片
断，利用此特征可以确定群体细胞的死亡，并可与坏死细胞区别。
方法：1,DEX诱导小鼠胸腺细胞凋亡细胞 2,获取凋亡细胞 3,抽提DNA 4,琼脂糖凝胶电泳
5,紫外灯下观察结果
（二）结果判断
正常活细胞DNA 电泳出现阶梯状（LADDER)条带；坏死细胞DNA电泳类似血抹片时的连
续性条带。 用途：此方法灵敏性不高，大量凋亡细胞同时存在时才出现典型的结果，且只能被用于细胞
群体，不能用于组织的原位检测。
凋亡细胞DNA含量的流式细胞计分析
原理：由于凋亡细胞核的改变，造成各种染色体荧光染料对凋亡细胞DNA可染性发生改变。
研究表明，用各种染色体荧光染料对经固定的凋亡细胞进行染色，其DNA
可染性降低。许
多学者把这种DNA可染性的降低认为是凋亡细胞的标志之一。 方法：收集细胞?70%冷乙醇（in PBS）4°C固定过夜?PBS洗涤，1000rpm′10min?RNase
A（0.5mg/ml）37°C消化30min?PI（50mg/ml）染色，室温避光15min?FACScan分析DNA
亚二倍体的形成及细胞周期的变化。
优点：敏感度高，适合于检测少量样本，小部分凋亡细胞。如临床活组织检测。
三、酶联免疫吸附法（ELISA)核小体测定
原理：凋亡细胞的DNA断裂使细胞质内出现核小体。核小体由组蛋白及其伴随的DNA片
断组成，可由ELISA法检测。
检测步骤1、将凋亡细胞裂解后高速离心，其上清液中含有核小体；2、在微定量板上吸附组蛋白体；3、加上清夜使抗组蛋白抗体与核小体上的组蛋白结合；4、加辣过氧化物酶标记的抗DNA抗体使之与核小体上的DNA结合‘4、加酶的底物，测光吸收制。
用途该法敏感性高，可检测5*100/ml个凋亡细胞。可用于人、大鼠、小鼠的凋亡检测。该法不需要特殊仪器，适合基层工作，但是不能精确测定凋亡细胞发生的绝多对量。
五 TUNEL法
原理：细胞凋亡中,
染色体DNA双链断裂或单链断裂而产生大量的粘性3'-OH末端，可在脱氧核糖核苷酸末端转移酶（TdT）的作用下，将脱氧核糖核苷酸和荧光素、过氧化物酶、碱性磷酸酶或生物素形成的衍生物标记到DNA的3'-末端，从而可进行凋亡细胞的检测，这类方法称为脱氧核糖核苷酸末端转移酶介导的缺口末端标记法（terminal -deoxynucleotidyl transferase mediated nick end labeling, TUNEL）。由于正常的或正在增殖的细胞几乎没有DNA的断裂，因而没有3'-OH形成，很少能够被染色。
方法：石蜡切片常规脱蜡、水化，蛋白质酶K消化，TdT酶和和核苷酸混合液孵育，显色（辣根过氧化物酶标记可用DAB显色，碱性磷酸酶标可用NBT+BCIP显色），复染，脱水，封片。凋亡细胞核呈现蓝色（NBT+BCIP显色）或棕黄色（DAB显色）。
用途：TUNEL实际上是分子生物学与形态学相结合的研究方法，对完整的单个凋亡细胞核或凋亡小体进行原位染色，能准确地反应细胞凋亡典型的生物化学和形态特征，可用于石蜡包埋组织切片、冰冻组织切片、培养的细胞和从组织中分离的细胞的细胞形态测定，并可检测出极少量的凋亡细胞，因而在细胞凋亡的研究中被广泛采用。
六、Caspase-3活性的检测
原理： Caspase家族在介导细胞凋亡的过程中起着非常重要的作用，其中caspase-3为关键的执行分子，它在凋亡信号传导的许多途径中发挥功能。Caspase-3正常以酶原（32KD）的形式存在于胞浆中，在凋亡的早期阶段，它被激活，活化的Caspase-3由两个大亚基（17KD）和两个小亚基（12KD）组成，裂解相应的胞浆胞核底物，最终导致细胞凋亡。但在细胞凋亡的晚期和死亡细胞，caspase-3的活性明显下降。
1 Western blot 分析Procaspase-3的活化，以及活化的Caspase-3及对底物多聚（ADP-核糖）聚合酶[poly（ADP-ribose）polymerase，PARP]等的裂解。
方法： 收集细胞→PBS洗涤→抽提细胞裂解液→蛋白定量→SDS-PAGE电泳→硝酸纤维素膜或PVDF膜转移→5%脱脂奶粉封闭，室温1.5~2h或4°C过夜→Caspase-3多抗或单抗室温反应1~2h或4°C过夜→TBS-T（含0.05% Tween 20的TBS）洗3次，5~10min/次→HRP-标记的羊抗鼠IgG或AP标记的羊抗鼠IgG室温反应1~2h→ TBS-T洗3次， 5~10min/次?→ECL显影或NBT/BCIP显色。
2荧光分光光度计分析
原理：活化的Caspase-3能够特异切割D1E2V3D4-X底物，水解D4-X肽键。根据这一特点，设计出荧光物质偶联的短肽Ac-DEVD-AMC。在共价偶联时，AMC不能被激发荧光，短肽被水解后释放出AMC，自由的AMC才能被激发发射荧光。根据释放的AMC荧光强度的大小，可以测定caspase-3的活性，从而反映
Caspase-3被活化的程度。
方法：收获细胞正常或凋亡细胞，PBS洗涤，制备细胞裂解液加Ac-DEVD-AMC（caspase-3四肽荧光底物）?37°
C反应1h，荧光分光光度计（Polarstar）分析荧光强度（激发光波长380nm，发射光波长为430-460nm）。
3 流式细胞术分析 方法：收获细胞正常或凋亡细胞?PBS洗涤?加Ac-DEVD-AMC?37°C反应1h?UV流式细胞计分析caspase-3阳性细胞数和平均荧光强度。
七、凋亡相关蛋白TFAR19蛋白的表达和细胞定位分析 TFAR19（PDCD5）是由本研究室在国际上首先报导的一个拥有自己知识产权的人类新基因，前期的功能研究表明，它是促进
细胞凋亡的增强剂。利用荧光素（FITC）标记的TFAR19单克隆抗体为探针，对细胞凋亡过程中TFAR19蛋白的表达水平及定位研究发现，凋亡早期TFAR19表达水平增高并出现快速核转位现象，伴随着细胞核形态学的变化，持续较长时间，在凋亡小体中仍然可见。同时我们发现，凋亡早期TFAR19蛋白的核转位早于磷脂酰丝氨酸（PS）外翻和细胞核DNA的片段化，提示TFAR19蛋白的核转位是细胞凋亡更早期发生的事件之一。进一步的研究证明，凋亡早期TFAR19的核转位具有普遍意义，不同细胞凋亡早期均出现TFAR19高表达和核转位。这为研究细胞凋亡早期所发生的事件，提供了一种新的技术和指标。 （一）TFAR19蛋白的细胞定位分析 材料试剂： FITC标记的单克隆抗体，pH7.4 、0.15Mol/L PBS，3%的多聚甲醛，PBS-T（pH7.4 、0.15Mol/L PBS 含0.2% Tween 20），胎牛血清，荧光细胞洗液：pH7.4 、0.15Mol/L PBS含2%胎牛血清及0.1%NaN3 。FACS管，Tip头，移液器。 仪器：低温水平离心机, 37°C水浴箱，荧光显微镜，共聚焦激光扫描显微镜，流式细胞计 方法： 1 悬浮细胞的染色： （1）收获正常和诱导凋亡的细胞（0.5~1′106），PBS洗2次，1000rpm′10min。 （2）3%多聚甲醛冰浴10min，PBS洗2次，1000rpm′10min。
（3）加入PBS-T溶液，37°C孵育15min，PBS洗2次，1000rpm′10min。 （4）加入200ml胎牛血清，室温反应30min。 （5）加入5ml FITC标记的TFAR19单抗（终浓度为1：40），4°C反应30min （6）荧光细胞洗液洗2次，1000rpm′10min。 结果观察：将细胞沉淀滴片，荧光显微镜及共聚焦激光显微镜下观察TFAR19在细胞中的定位。同时用流式细胞计定量检测TFAR19蛋白的平均荧光强度。[图11] 2：贴壁细胞的原位染色 （1） 贴壁生长的对数期细胞铺在24孔或6孔板中（内有洁净盖玻片），让其爬片生长，待长到 50%~80%满时，凋亡诱导剂处理细胞。 （2） 将不同时间点处理的细胞进行免疫荧光染色，染色步骤同上。 （3） 将染色的爬片细胞放于一张滴有少量甘油（5ml）的载玻片上，荧光显微镜或共聚焦激光扫描显微 镜观察TFAR19在细胞中的定位。 结果观察：[图12] 3：临床病理切片的染色、检测。 4：原代细胞的培养、检测。 5：分析TFAR19蛋白在人体内各组织器官的分布及定位 （二）TFAR19蛋白的表达与临床疾病 1． ELISA法检测正常人和疾病状态下，以及疾病的不同时期，血清中TFAR19蛋白水平及其TFAR19自身抗体水平。 材料和试剂： 1. 包被Buffer: pH9.6, 0.05Mol/L碳酸盐Buffer 2. 洗涤液： pH7.4, 0.15Mol/L PBS 含0.05% Tween 20 3. 封闭液： 3%BSA（用洗涤液配制） 4. 酶标抗体的稀释：用封闭液稀释 5. OPD底物Buffer：Na2HPO4.12H2O 1.84g 柠檬酸 0.51g DDW 100ml 6. 显色液（现配现用）：底物Buffer 10ml OPD 2mg 30% H2O2 2ml 7. 终止液 2Mol/L H2SO48. 重组人TFAR19, HRP标记的羊抗人IgG9. ELISA板, Tip, 移液器，ELISA Reader（OD490nm），洗板机 操作步骤 1. 用包被Buffer稀释的重组人TFAR19（1mg/ml）包被ELISA板, 100ml/well, 37°C孵育2h或4°C过夜（一般24h以上）。 2. 洗涤Buffer洗板三次，加入封闭液，200 ml/well ， 37°C孵育2h或4°C 过夜。 3. 洗涤Buffer洗板三次，加入不同稀释度的病人血清（3个重复孔）100ml/well ，37°C孵育1h。设包被Buffer、洗涤Buffer 、封闭液为阴性对照。 4. 洗涤Buffer洗板三次，加入1：2500稀释的HRP标记的抗人IgG, 100ml/well，37°C孵育1h。 5. 洗涤Buffer洗板三次，加入显色液，100 ml/well，避光反应10~15min。 6. 加入H2SO4终止反应，50 ml/well。 7. ELISA Reader 读取OD490 光密度值，分析和比较病人血清和正常血 清中TFAR19自身抗体的表达水平。
2． Western blot 分析原发性肿瘤细胞和正常细胞的TFAR19蛋白的表达水平。
细胞凋亡(Apoptosis) 是生物界广泛存在的一种现象,与其它的生命现象一样具有同等重要
的生理学或病理学意义。尽管其最终结果也是导致细胞死亡,但其诱导因素、发生机制和过
程及意义均明显不同于一般的病理性细胞死亡(即细胞坏死性死亡,简称细胞死亡) 。
细胞凋亡的形态特征与细胞坏死性死亡的形态特征不同。细胞坏死性死亡是被动的病理性死
亡,其形态特征首先是膜通透性增加,细胞外型发生不规则变化,内质网扩张,核染色质不规则
移位,进而线粒体及核肿张,溶酶体破坏,细胞膜破裂,胞浆外溢,这种死亡 过程常常引起炎症
反应。细胞凋亡则是在某些因素的诱导下,由细胞内在的有规律的机制引起的,是主动的生理
性细胞自杀。其特征是细胞首先变圆,随即与邻近细胞脱离,失去微绒毛,胞浆浓缩,内质网扩
张呈泡状并与细胞膜融合,线粒体无明显变化,核染色质浓缩成块并凝聚在核膜周边,胞膜内
陷将细胞自行分割为多个有外膜包裹、内涵物不外溢的凋亡小体,后被吞噬细胞或邻周细胞
所识别、吞噬。由于细胞凋亡过程不导致溶酶体破坏及胞膜破裂,没有细胞内容物外泄,故不
引起炎症反应,在生理条件下,生物体内细胞存活与死亡是由自身发育阶段提供的遗传信息,
或由邻近细胞和其微环境提供的信号决定的,其中包括细胞相互接触提供的信号以及周围环
境中活性物质、激素等。
这些刺激信号的增加或减少调节着细胞产生和凋亡,维系着机体细胞的有序状态
细胞凋亡的检测 细胞凋亡与坏死是两种完全不同的细胞凋亡形式，根据死亡细胞在形态学、
生物化学和分子生物学上的差别，可以将二者区别开来。细胞凋亡的检测方法有很多，下面
介绍几种常用的测定方法。 一、细胞凋亡的形态学检测 根据凋亡细胞固有的形态特征，人
细胞凋亡形态学检测方法。
细胞凋亡( apoptosis)的命名主要是根据某些单个细胞死亡时细胞碎裂如花瓣或树叶散落般
的形态学特征。
目前对细胞凋亡的认识不断得到深化，检测凋亡细胞的方法也逐渐增多，但形态改变仍是确
定细胞凋亡的最可靠的方法。
光学显微镜观察
凋亡细胞的主要特征为核染色质致密深染，形成致密质块，有时可碎裂。在HE染色的组织
切片中细胞积缩小.胞质致密、嗜酸性染色增强，并可形成凋亡小体。在组织中凋亡细胞以
分散单个形式存在，凋亡细胞与周围细胞分离，不引起炎症反应。
检测方法：细胞涂片或组织石蜡切片作HE染色或Giemsa染色，在高倍物镜下观察凋亡细
胞的形态改变，结合显微镜测量工具可作凋亡计数。
本方法简便易行，但在细胞密集的组织中对于改变不典型的细胞判断较困难，常缺乏较为特
征的指标，具有较强的主观性，重复性差。本方法.可用于凋亡现象的初步观察，作为分析
指标之一。
视频时差显微技术（video time-lapse microscopy）
本方法用于细胞培养，通过相差显微镜可动态观察细胞凋亡的变化过程，尤其是观察细胞表
和外形的变化。凋胞与基质分离，胞体变圆、收缩、出泡，有的细胞拉长，出现钉状突起，
持续数小时后细胞膜破裂，细胞溶解，通过连续观察，本方法可检测培养基中凋亡细胞，但
不能用于病理组织。
检测方法：收集2x105细胞/ml培养，置于多空培养板，加入凋亡诱导剂，在带有自动摄像
装置的相差显微镜下观察凋亡细胞的动态改变，每隔30秒作序列摄影，连续24小时。如同
时进行荧光染色，可参荧光显微镜下观察和摄影。
电子显微镜观察
凋亡细胞的典型形态改变如胞质的固缩，染色质浓缩成半月板或帽状附于核膜，核的碎裂和
凋亡小体形成等，在透射电镜下得到最佳体现。为凋亡细胞判定提供了最可靠的依据。本方
法的缺点是样品制作过程较复杂，且仪器、设备的费用昂贵，较难广泛大量开展。由于样品
范围局限，在凋亡数较少时需进行大量的观察才能观察到典型的凋亡改变。
检查方法：透射电镜标本经戊二醛和饿酸双重固定，丙酮脱水，环氧树脂包埋，超薄切片，
醋酸枸橼酸电子重染色，透射电镜观察。扫描电镜标本经戊二醛和饿酸双重固定，乙醇逐级
脱水，CO2临界点干燥，真空喷金，扫描电镜观察。 一、 检测细胞膜成分变化的Annexin V 联合PI法
磷脂酰丝氨酸外翻分析（Annexin V法）
原理： 磷脂酰丝氨酸（Phosphatidylserine, PS）正常位于细胞膜的内侧，但在细胞凋亡的
早期，PS可从细胞膜的内侧翻转到细胞膜的表面，暴露在细胞外环境中(图3)。Annexin-V
是一种分子量为35~36KD的Ca2+依赖性磷脂结合蛋白，能与PS高亲和力特异性结合。
将Annexin-V进行荧光素（FITC、PE）或biotin标记，以标记了的Annexin-V作为荧光探
针，利用流式细胞仪或荧光显微镜可检测细胞凋亡的发生。 碘化丙啶(propidine iodide, PI)
是一种核酸染料，它不能透过完整的细胞膜，但在凋亡中晚期的细胞和死细胞，PI能够透
过细胞膜而使细胞核红染。因此将Annexin-V与PI匹配使用，就可以将凋亡早晚期的细胞
以及死细胞区分开来。
方法 1 悬浮细胞的染色：将正常培养和诱导凋亡的悬浮细胞（0.5~1×106）用PBS洗
2次，加入100ul Binding Buffer和FITC标记的Annexin-V（20ug/ml）10ul，室温避光
30min，再加入PI（50ug/ml）5ul，避光反应5min后，加入400ul Binding Buffer，立即
用FACScan进行流式细胞术定量检测（一般不超过1h），同时以不加AnnexinV-FITC
及PI的一管作为阴性对照。
2 贴壁培养的细胞染色：先用0.25%的胰酶消化，洗涤、染色和分析同悬浮细胞。
3 爬片细胞染色：同上，最后用荧光显微镜和共聚焦激光扫描显微镜进行观察。
应用价值：细胞发生凋亡时，膜上的PS外露早于DNA断裂发生，因此Annexin V联
合PI染色法检测早期细胞凋亡较TUNEL法更为灵敏。又Annexin V联合PI染色不需
固定细胞，可避免PI染色因固定造成的细胞碎片过多及TUNEL法因固定出现的DNA
片段丢失。因此，Annexin V联合PI法更加省时，结果更为可靠，是目前最为理想的
检测细胞凋亡的方法。
结果：
细胞内氧化还原状态改变的检测：
细胞色素C的定位检测
细胞色素C作为一种信号物质，在细胞凋亡中发挥着重要的作用。正常情况下，它存在于线粒体内膜
和外膜之间的腔中，凋亡信号刺激使其从线粒体释放至细胞液，结合Apaf-1 （apoptotic protease
activating factor-1）后启动caspase级联反应：细胞色素C/Apaf-1复合物激活caspase-9，后者再激
活caspase-3和其它下游caspase。 细胞色素C氧化酶亚单位Ⅳ（cytochrome c oxidase subunit Ⅳ：
COX4）是定位在线粒体内膜上的膜蛋白，凋亡发生时，它保留在线粒体内，因而它是线粒体富集部
分的一个非常有用的标志。
方法： ApoAlertTMCell Fractionation Kit不用超离心，可从凋亡和非凋亡细胞中快速有效分离出高度
富集的线粒体部分，再进一步通过Western杂交用细胞色素C抗体和COX4抗体标示细胞色素C和
COX4的存在位置，从而判断凋亡的发生。 三、线粒体膜势能的检测
原理：线粒体在细胞凋亡的过程中起着枢纽作用，多种细胞凋亡刺激因子均可诱导不同的细
胞发生凋亡，而线粒体跨膜电位DYmt的下降，被认为是细胞凋亡级联反应过程中最早发生
的事件，它发生在细胞核凋亡特征（染色质浓缩、DNA断裂）出现之前，一旦线粒体DYmt
崩溃，则细胞凋亡不可逆转。 线粒体跨膜电位的存在，使一些亲脂性阳离子荧光染料如
Rhodamine 123、3，3-Dihexyloxacarbocyanine iodide[DiOC6（3）]、
Tetrechloro-tetraethylbenzimidazol carbocyanine iodide[JC-1]、Tetramethyl rhodamine
methyl ester(TMRM)等可结合到线粒体基质，其荧光的增强或减弱说明线粒体内膜电负性
的增高或降低。
方法：将正常培养的细胞和诱导凋亡的细胞加入使用终浓度为Rhodamine 123（1mM）或
终浓度为DiOC6（25nM），JC-1（1mM），TMRM（100nM），37°C平衡30min，流式细
胞计检测细胞的荧光强度。
结果判定：经LPS刺激后的细胞，绿色荧光强度增加，意味着膜电位下降，细胞发生凋亡。
意义：该法通过对细胞生理指标的监测检测来反映细胞凋亡，结果直观、灵敏
四、DNA片断化检测
、DNA凝胶电泳
（一）、检测原理
细胞凋亡过程中,可发生特异性级联生化反应,其中最具特色的是内源性核酸内切酶的激活.
此酶可作用于连接DNA的核小体间区域, DNA链被切割成180~200bp或其整倍数的片断.
抽提DNA, 经琼脂糖电泳可见梯状电泳图谱。而坏死细胞的DNA断裂点为无特征的杂乱片
断，利用此特征可以确定群体细胞的死亡，并可与坏死细胞区别。
方法：1,DEX诱导小鼠胸腺细胞凋亡细胞 2,获取凋亡细胞 3,抽提DNA 4,琼脂糖凝胶电泳
5,紫外灯下观察结果
（二）结果判断
正常活细胞DNA 电泳出现阶梯状（LADDER)条带；坏死细胞DNA电泳类似血抹片时的连
续性条带。 用途：此方法灵敏性不高，大量凋亡细胞同时存在时才出现典型的结果，且只能被用于细胞
群体，不能用于组织的原位检测。
凋亡细胞DNA含量的流式细胞计分析
原理：由于凋亡细胞核的改变，造成各种染色体荧光染料对凋亡细胞DNA可染性发生改变。
研究表明，用各种染色体荧光染料对经固定的凋亡细胞进行染色，其DNA
可染性降低。许
多学者把这种DNA可染性的降低认为是凋亡细胞的标志之一。 方法：收集细胞?70%冷乙醇（in PBS）4°C固定过夜?PBS洗涤，1000rpm′10min?RNase
A（0.5mg/ml）37°C消化30min?PI（50mg/ml）染色，室温避光15min?FACScan分析DNA
亚二倍体的形成及细胞周期的变化。
优点：敏感度高，适合于检测少量样本，小部分凋亡细胞。如临床活组织检测。
三、酶联免疫吸附法（ELISA)核小体测定
原理：凋亡细胞的DNA断裂使细胞质内出现核小体。核小体由组蛋白及其伴随的DNA片
断组成，可由ELISA法检测。
检测步骤1、将凋亡细胞裂解后高速离心，其上清液中含有核小体；2、在微定量板上吸附组蛋白体；3、加上清夜使抗组蛋白抗体与核小体上的组蛋白结合；4、加辣过氧化物酶标记的抗DNA抗体使之与核小体上的DNA结合‘4、加酶的底物，测光吸收制。
用途该法敏感性高，可检测5*100/ml个凋亡细胞。可用于人、大鼠、小鼠的凋亡检测。该法不需要特殊仪器，适合基层工作，但是不能精确测定凋亡细胞发生的绝多对量。
五 TUNEL法
原理：细胞凋亡中,
染色体DNA双链断裂或单链断裂而产生大量的粘性3'-OH末端，可在脱氧核糖核苷酸末端转移酶（TdT）的作用下，将脱氧核糖核苷酸和荧光素、过氧化物酶、碱性磷酸酶或生物素形成的衍生物标记到DNA的3'-末端，从而可进行凋亡细胞的检测，这类方法称为脱氧核糖核苷酸末端转移酶介导的缺口末端标记法（terminal -deoxynucleotidyl transferase mediated nick end labeling, TUNEL）。由于正常的或正在增殖的细胞几乎没有DNA的断裂，因而没有3'-OH形成，很少能够被染色。
方法：石蜡切片常规脱蜡、水化，蛋白质酶K消化，TdT酶和和核苷酸混合液孵育，显色（辣根过氧化物酶标记可用DAB显色，碱性磷酸酶标可用NBT+BCIP显色），复染，脱水，封片。凋亡细胞核呈现蓝色（NBT+BCIP显色）或棕黄色（DAB显色）。
用途：TUNEL实际上是分子生物学与形态学相结合的研究方法，对完整的单个凋亡细胞核或凋亡小体进行原位染色，能准确地反应细胞凋亡典型的生物化学和形态特征，可用于石蜡包埋组织切片、冰冻组织切片、培养的细胞和从组织中分离的细胞的细胞形态测定，并可检测出极少量的凋亡细胞，因而在细胞凋亡的研究中被广泛采用。
六、Caspase-3活性的检测
原理： Caspase家族在介导细胞凋亡的过程中起着非常重要的作用，其中caspase-3为关键的执行分子，它在凋亡信号传导的许多途径中发挥功能。Caspase-3正常以酶原（32KD）的形式存在于胞浆中，在凋亡的早期阶段，它被激活，活化的Caspase-3由两个大亚基（17KD）和两个小亚基（12KD）组成，裂解相应的胞浆胞核底物，最终导致细胞凋亡。但在细胞凋亡的晚期和死亡细胞，caspase-3的活性明显下降。
1 Western blot 分析Procaspase-3的活化，以及活化的Caspase-3及对底物多聚（ADP-核糖）聚合酶[poly（ADP-ribose）polymerase，PARP]等的裂解。
方法： 收集细胞→PBS洗涤→抽提细胞裂解液→蛋白定量→SDS-PAGE电泳→硝酸纤维素膜或PVDF膜转移→5%脱脂奶粉封闭，室温1.5~2h或4°C过夜→Caspase-3多抗或单抗室温反应1~2h或4°C过夜→TBS-T（含0.05% Tween 20的TBS）洗3次，5~10min/次→HRP-标记的羊抗鼠IgG或AP标记的羊抗鼠IgG室温反应1~2h→ TBS-T洗3次， 5~10min/次?→ECL显影或NBT/BCIP显色。
2荧光分光光度计分析
原理：活化的Caspase-3能够特异切割D1E2V3D4-X底物，水解D4-X肽键。根据这一特点，设计出荧光物质偶联的短肽Ac-DEVD-AMC。在共价偶联时，AMC不能被激发荧光，短肽被水解后释放出AMC，自由的AMC才能被激发发射荧光。根据释放的AMC荧光强度的大小，可以测定caspase-3的活性，从而反映
Caspase-3被活化的程度。
方法：收获细胞正常或凋亡细胞，PBS洗涤，制备细胞裂解液加Ac-DEVD-AMC（caspase-3四肽荧光底物）?37°
C反应1h，荧光分光光度计（Polarstar）分析荧光强度（激发光波长380nm，发射光波长为430-460nm）。
3 流式细胞术分析 方法：收获细胞正常或凋亡细胞?PBS洗涤?加Ac-DEVD-AMC?37°C反应1h?UV流式细胞计分析caspase-3阳性细胞数和平均荧光强度。
七、凋亡相关蛋白TFAR19蛋白的表达和细胞定位分析 TFAR19（PDCD5）是由本研究室在国际上首先报导的一个拥有自己知识产权的人类新基因，前期的功能研究表明，它是促进
细胞凋亡的增强剂。利用荧光素（FITC）标记的TFAR19单克隆抗体为探针，对细胞凋亡过程中TFAR19蛋白的表达水平及定位研究发现，凋亡早期TFAR19表达水平增高并出现快速核转位现象，伴随着细胞核形态学的变化，持续较长时间，在凋亡小体中仍然可见。同时我们发现，凋亡早期TFAR19蛋白的核转位早于磷脂酰丝氨酸（PS）外翻和细胞核DNA的片段化，提示TFAR19蛋白的核转位是细胞凋亡更早期发生的事件之一。进一步的研究证明，凋亡早期TFAR19的核转位具有普遍意义，不同细胞凋亡早期均出现TFAR19高表达和核转位。这为研究细胞凋亡早期所发生的事件，提供了一种新的技术和指标。 （一）TFAR19蛋白的细胞定位分析 材料试剂： FITC标记的单克隆抗体，pH7.4 、0.15Mol/L PBS，3%的多聚甲醛，PBS-T（pH7.4 、0.15Mol/L PBS 含0.2% Tween 20），胎牛血清，荧光细胞洗液：pH7.4 、0.15Mol/L PBS含2%胎牛血清及0.1%NaN3 。FACS管，Tip头，移液器。 仪器：低温水平离心机, 37°C水浴箱，荧光显微镜，共聚焦激光扫描显微镜，流式细胞计 方法： 1 悬浮细胞的染色： （1）收获正常和诱导凋亡的细胞（0.5~1′106），PBS洗2次，1000rpm′10min。 （2）3%多聚甲醛冰浴10min，PBS洗2次，1000rpm′10min。
（3）加入PBS-T溶液，37°C孵育15min，PBS洗2次，1000rpm′10min。 （4）加入200ml胎牛血清，室温反应30min。 （5）加入5ml FITC标记的TFAR19单抗（终浓度为1：40），4°C反应30min （6）荧光细胞洗液洗2次，1000rpm′10min。 结果观察：将细胞沉淀滴片，荧光显微镜及共聚焦激光显微镜下观察TFAR19在细胞中的定位。同时用流式细胞计定量检测TFAR19蛋白的平均荧光强度。[图11] 2：贴壁细胞的原位染色 （1） 贴壁生长的对数期细胞铺在24孔或6孔板中（内有洁净盖玻片），让其爬片生长，待长到 50%~80%满时，凋亡诱导剂处理细胞。 （2） 将不同时间点处理的细胞进行免疫荧光染色，染色步骤同上。 （3） 将染色的爬片细胞放于一张滴有少量甘油（5ml）的载玻片上，荧光显微镜或共聚焦激光扫描显微 镜观察TFAR19在细胞中的定位。 结果观察：[图12] 3：临床病理切片的染色、检测。 4：原代细胞的培养、检测。 5：分析TFAR19蛋白在人体内各组织器官的分布及定位 （二）TFAR19蛋白的表达与临床疾病 1． ELISA法检测正常人和疾病状态下，以及疾病的不同时期，血清中TFAR19蛋白水平及其TFAR19自身抗体水平。 材料和试剂： 1. 包被Buffer: pH9.6, 0.05Mol/L碳酸盐Buffer 2. 洗涤液： pH7.4, 0.15Mol/L PBS 含0.05% Tween 20 3. 封闭液： 3%BSA（用洗涤液配制） 4. 酶标抗体的稀释：用封闭液稀释 5. OPD底物Buffer：Na2HPO4.12H2O 1.84g 柠檬酸 0.51g DDW 100ml 6. 显色液（现配现用）：底物Buffer 10ml OPD 2mg 30% H2O2 2ml 7. 终止液 2Mol/L H2SO48. 重组人TFAR19, HRP标记的羊抗人IgG9. ELISA板, Tip, 移液器，ELISA Reader（OD490nm），洗板机 操作步骤 1. 用包被Buffer稀释的重组人TFAR19（1mg/ml）包被ELISA板, 100ml/well, 37°C孵育2h或4°C过夜（一般24h以上）。 2. 洗涤Buffer洗板三次，加入封闭液，200 ml/well ， 37°C孵育2h或4°C 过夜。 3. 洗涤Buffer洗板三次，加入不同稀释度的病人血清（3个重复孔）100ml/well ，37°C孵育1h。设包被Buffer、洗涤Buffer 、封闭液为阴性对照。 4. 洗涤Buffer洗板三次，加入1：2500稀释的HRP标记的抗人IgG, 100ml/well，37°C孵育1h。 5. 洗涤Buffer洗板三次，加入显色液，100 ml/well，避光反应10~15min。 6. 加入H2SO4终止反应，50 ml/well。 7. ELISA Reader 读取OD490 光密度值，分析和比较病人血清和正常血 清中TFAR19自身抗体的表达水平。
2． Western blot 分析原发性肿瘤细胞和正常细胞的TFAR19蛋白的表达水平。